Выделение мембранных белков (стр. 2 из 4)

При более жесткой обработке из мембран можно удалить значительные количества белка (>50% от его общего содержания в мембранах), но, с другой стороны, такая обработка обычно приводит к денатурации, во многих случаях необратимой. В качестве примера можно привести обработку мембран 6 М гуанидинийхлоридом, 8 М мочевиной, 1 мМ п-хлормер-курибензоатом, разбавленными кислотами (рН 2,0-3,0) или щелочами (рН 9,5-11,0). В кислых условиях иногда наблюдается осаждение солюбилизированных белков, и поэтому чаще прибегают к щелочной обработке.

Необходимо иметь в виду, что в результате удаления значительных количеств белка мембрана может морфологически измениться, в частности может произойти ее выворачивание или замыкание в везикулы. Поэтому следует так подобрать условия последующего центрифугирования, чтобы гарантировать полное осаждение мембран. Если используется кислотно-щелочная обработка, следует как можно быстрее вернуть рН к исходным нейтральным значениям.

2.1.2 Интегральные белки

При обработке мембран для получения интегральных мембранных белков могут высвобождаться или активироваться протеазы. Поэтому нередко на этой стадии приходится добавлять ингибиторы протеаз, даже если они уже были введены на предыдущих этапах выделения мембран. Существуют разные и довольно сложные смеси ингибиторов, которые можно использовать в зависимости от чувствительности системы к действию протеолитических ферментов. Весьма полезным, но не универсальным агентом является ингибитор сериновых протеаз, фенилметилсульфонилфторид (ФМСФ). Этот реагент хранят в концентрации 100 мМ в изопропаноле или этаноле и добавляют в инкубационную среду до концентрации 100 мкМ. Следует помнить, что он имеет довольно короткое время жизни в водных средах (ПО и 35 мин соответственно при рН 7,0 и 8,0 и 25°С). Для ингибирования SH-протеаз может оказаться полезным 10 мМ тетратионат натрия.

3. Характеристика очищенных интегральных мембранных белков

Характеристика очищенных мембранных белков, даже самых простых, может составлять определенные трудности. Как и в случае растворимых белков, нужно определить число и молекулярную массу полипептидных субъединиц, их стехиометрию, размер и, возможно, форму молекулы, а также, если это необходимо, биохимическую активность.

3.1 Определение молекулярной массы субъединиц (электрофорез в ПААГ)

Электрофорез в полиакриламидном геле в присутствии додецил-сульфата натрия - это обычная методика, но в случае интегральных мембранных белков при ее применении возникают особые проблемы. В этом методе додецилсульфат связывается с полипептидными цепями, и комплексы белок-ДНС разделяются в полиакриламидном геле в соответствии с их стоксовыми радиусами, которые в большинстве случаев зависят от молекулярной массы. Молекулярную массу определяют, сравнивая электрофоретическую подвижность данного комплекса и известного стандарта. Однако связывание ДСН с неизвестным белком может качественно отличаться от связывания со стандартами, и тогда будет получен неправильный результат. Подобная ситуация наблюдается для интегральных мембранных белков с высоким содержанием неполярных аминокислотных остатков. Возможна и другая ситуация. Связывающийся с ДСН мембранный белок может находиться в не полностью развернутом состоянии, что тоже приведет к аномальному повышению электрофоретической подвижности из-за образования более компактного комплекса белок-ДСН. Все эти эффекты весьма существенны. Например, лактозопермеаза имеет кажущуюся молекулярную массу 33 000, если измерять ее с помощью электрофореза в ПААГ в присутствии ДСН; в действительности же, как показывают результаты генетического анализа, ее молекулярная масса равна 46 000. Еще одна проблема - возможное наличие четвертичной структуры. Некоторые мембранные белки агрегируют даже в присутствии ДСН. Например, гликофорин А или белок оболочки бактериофага М13 (или fd) при электрофорезе в полиакриламидных гелях с ДСН находятся в основном в виде димеров.

Итак, оценка молекулярной массы субъединиц сильно неполярных интегральных мембранных белков, определенная с помощью электрофореза в ПААГ с ДСН, может оказаться неверной. К несчастью, простая альтернатива этому методу отсутствует, и правильную величину часто получают либо по данным о полной первичной последовательности (обычно последовательности соответствующего гена), либо с помощью точного гидродинамического анализа.

3.2 Определение молекулярной массы нативного белка с помощью гидродинамических методов

Применение этих методов для мембранных белков может быть сопряжено с большими трудностями, вызванными связыванием детергента.

Для нахождения молекулярной массы белка используют два метода.

1. Прямо измеряют количество связанного детергента на 1 г белка. Для этого используют спектральные методы или радиоактивно меченный детергент, а для выделения комплексов применяют различные методы, например гель-фильтрацию. Установив относительное содержание белка и детергента в комплексе, cреднее значение парциального удельного объема получают как средневзвешенное соответствующих величин для чистого белка и чистого детергента. После этого без труда находят Mк, а поскольку соотношение между белком и детергентом в комплексе известно, находят молекулярную массу белка.

2. Измеряют S0 (коэффициент седиментации) в средах с разными значениями плотности раствора ρ. Такие среды обычно получают, используя смеси Н2О и D2O. Из графика зависимости S0 от ρ находят как Mк, так и Vк (ср). При этом предполагается, что Vк - это средневзвешенное соответствующих величин для чистого белка и чистого детергента.

Vк(ср) = (Доля белка) • V(ср) белок + (Доля детергента) • V(ср) детергент.

Оценив V(ср) белок и взяв V(ср) детергент из таблицы, получают молекулярную массу белковой составляющей Mк.

Для построения графика зависимости S0 от ρ проводят аналитическое центрифугирование. Можно проводить центрифугирование и в градиенте плотности сахарозы, используя смеси Н2О и D2O, но анализ результатов в этом случае гораздо сложнее, хотя принципиально не отличается от предыдущего случая.

3.3 Метод радиационной инактивации

Метод радиационной инактивации для определения размера мишени все чаще применяется при исследовании мембранных белков. Изучать можно как очищенные белки, так и неочищенные препараты, в том числе интактные биомембраны. Суть метода состоит в определении доли белковых молекул, получающих повреждения при облучении. Для этого используют ферментативные методы связывания гормонов или других лигандов или спектральные методы. Процедура состоит в следующем. Образец, обычно замороженный, подвергают высокоэнергетическому облучению (например, облучают пучком электронов из синхротрона). Через разные промежутки времени отбирают пробы, размораживают их и проводят измерения. Повреждения белка под действием излучения (в частности, разрыв ковалентных связей) выявляют, например, с помощью электрофореза в ПААГ с ДСН. Как показывает опыт, некоторые субъединицы полностью утрачивают биологическую активность при внесении радиационного повреждения в любое место полипептидной цепи. Ключевым моментом является то, что, чем крупнее белковая молекула, тем больше вероятность ее повреждения и, следовательно вероятность инактивации. Эта вероятность зависит не от формы молекулы, а от ее массы. Обычно для того, чтобы облегчить интерпретацию результатов, параллельно облучают белок с известной молекулярной массой. Если исследуемый белок содержит более одной субъединицы, возникают определенные трудности при анализе результатов.

3.4 Спектральные методы

Для определения содержания α - спиралей и β - слоев в мембранных белках используют несколько методов. В отсутствие трехмерной организации на их основе можно попытаться построить соответствующие модели. Чаще всего используется метод кругового дихроизма (КД). Все более широкое применение находят инфракрасная и рамановская спектроскопия, а также ЯМР.

3.4.1 Метод кругового дихроизма

Метод основан на измерении разности поглощения лево - и правополяризованного света; эта оптическая активность является мерой хиральности молекул, или мерой их асимметрии. В дальней ультрафиолетовой области (от 190 до 240 нм) КД определяется в основном поглощением амидов карбонильных групп полипептидного остова. При наличии участков вторичной структуры, например α-спиралей, спектр КД имеет вполне определенные особенности, связанные с особенностями электронного окружения амидных групп в этих структурах. Анализируя спектр КД белков, его обычно представляют как сумму компонентов, отвечающих поглощению разных участков белковой молекулы: α-спиралей, β-слоев и случайных клубков. Определив тем или иным способом спектры каждой из этих структур, производят их суммирование, подбирая соответствующие коэффициенты таким образом, чтобы было достигнуто наилучшее соответствие измеренному спектру. Подобранные весовые коэффициенты представляют собой ту долю, которая приходится в молекуле на каждый из типов вторичной структуры.

Эти методы были разработаны для растворимых белков, но нет никаких оснований сомневаться, что их можно с успехом применять и для мембранных белков. Скорее всего, у последних имеются участки с такими же типами вторичной структуры, как и у растворимых белков, и при их изучении возникнут такие же трудности. Некоторые белки можно изучать in situ, используя суспензии мембран. Примерами такого рода являются бактериородопсин из пурпурной мембраны Halobacterium halobium и Са2 + - АТР-аза из мембраны саркоплазматического ретикулума. Очищенные мембранные белки можно исследовать с помощью КД и в присутствии детергентов, если поглощение последних в дальней УФ-области не слишком велико, или в составе реконструированных везикул. Здесь возникают две проблемы: