Нокаут генов (стр. 1 из 4)

Содержание

Тезисы

Вступление

1. Метод генетического нокаута

1.1 Особенности векторных конструкций

1.2 Внесение вектора в эмбриональные стволовые клетки

2. Роль метилирования ДНК в контроле генома

3."Программируемый нокаут генов"

4. Линии нокаутных мышей

4.1 ФНО/ЛТ панель

4.2 BALB/cMBD2

4.3 B6SJL-Tg(SOD1-G93A)dl1Gur/J

4.4 C57BL/MUC2

4.5 C57BL/6Kaiso

5.Примеры использования нокаутированных мышей для изучения функций генов и наследственных заболеваний человека

Выводы

Список литературы

Тезисы

Нокаут гена (gene knockout) — это метод молекулярной генетики, при котором из организма удаляют или делают неработоспособными заданные гены. Таким образом получают организм, нокаутный по неработающим генам. Нокаутные организмы помогают узнать функции генов, нуклеотидная последовательность которых известна. Различия между нокаутным и нормальным организмом свидетельствуют о функции выключенного гена.

Эта методика заключается в целенаправленном внесении измененного, мутированного гена в наследственную информацию клеток. Новый ген вносится в получаемые из эмбрионов стволовые клетки, а результат оценивается во взрослом животном, поэтому пока не идет речи о применении данной технологии у людей: многие работы со стволовыми клетками человека почти повсеместно запрещены, да и выращивание мутантных особей Homo sapiens в экспериментальных целях представляется малореальным.

Стандартной биологической моделью, для которой разработана методика, являются лабораторные мыши.

Лауреатами Нобелевской премии 2007 года в области медицины и физиологии стали Марио Капекки, Оливер Смитис и сэр Мартин Эванс – разработчики технологии gene targeting – способа изменить отдельные гены у млекопитающих. Речь идет о передней границе современной науки о живом, настоящей генетической инженерии, о которой мечтал еще Уэллс в "Острове доктора Моро".

Вступление

С первых дней возникновения генетики как науки, ученые мечтали получать направленные мутации, затрагивающие гены изучаемых ими признаков. Первым шагом к осуществлению этой мечты было открытие радиационного и химического мутагенеза. Окончание секвенирования генома человека в 2001 г. [28,12] вывело на новый уровень исследования по обнаружению новых генов и функционально значимых последовательностей генома. В настоящее время биотехнология и биоинформатика в комбинации с классической биохимией и генетикой являются мощным инструментом для анализа уже имеющейся последовательности генома человека и модельных организмов. Но настоящий прорыв в области направленных мутаций был осуществлен благодаря использованию феномена гомологичной рекомбинации между сравнительно небольшим участком экзогенной и клеточной ДНК. Данный метод получил название направленной инактивации гена или нокаут гена (от англ. knockout, синоним – gene targeting). Зная последовательность изучаемого гена человека, стало возможно посредством инактивации гомологичного гена у модельного организма определить биохимическую и физиологическую роль его продукта. Поскольку значительное число болезней человека в своей основе имеет наследственный компонент, модели заболеваний, созданные с использованием этой стратегии, позволяют расширить наше понимание биохимии и физиологии наследственных патологий и приведут к созданию новых подходов к лечению.

1. Метод генетического нокаута

Нокаут гена – это молекулярно-генетический метод, в ходе которого задуманные исследователем изменения вносятся в нуклеотидную последовательность изучаемого гена или его регуляторных элементов. Мышь является наиболее адекватным модельным животным для использования технологии инактивации генов. Это обусловлено следующими причинами:

а) мышь – хорошо изученный и доступный объект;

б) геном мыши и человека содержит приблизительно одинаковое число генов;

в) сходство аминокислотных последовательностей всех белков человека и мыши составляет около 90%.

Однако основной причиной использования мыши в качестве модели для инактивации гена является возможность изолирования эмбриональных стволовых клеток, в которых любой ген может быть модифицирован [29]. Клеточные линии, содержащие модифицированный ген, могут быть привнесены в развивающийся зародыш, что позволяет получить химерное животное, несущее искусственно созданную мутацию (рис. 1).

Рис. 1. Стратегия получения линии нокаутированных мышей [5].

Молекулярно-генетическим механизмом, позволяющим осуществлять инактивацию гена, является гомологичная рекомбинация между экзогенной ДНК, несущей задуманные исследователем изменения, и геномной ДНК объекта.

Классическая схема получения нокаутированных мышей включает несколько этапов: получение векторной конструкции, с последующим внесением ее в культуру эмбриональных стволовых клеток (ЭСК) и отбор трансформантов. Трансформированные ЭСК вносят в зародыш, и полученных химерных животных скрещивают для получения линии мышей, гомозиготных по полученной мутации (см. рис. 1).

1.1 Особенности векторных конструкций

В зависимости от поставленной задачи используются два типа векторов: замещающий и вставочный. Первый тип векторов позволяет заменить участок гена мишени, в то время как второй интегрирует в изучаемую последовательность. Строение обоих типов векторов одинаково, кроме ориентации фланкирующих последовательностей (рис. 2). Наиболее часто используются замещающие вектора.

Рис. 2. Два типа векторов – замещающий (А) и вставочный (Б) – и их механизмы интеграции в геном [5].

Вектор для трансформации несет клонированную последовательность изучаемого гена, с внесенными в нее необходимыми изменениями. Это может быть: внесение стоп-кодона, приводящее к синтезу короткого неактивного пептида; делеция одного или нескольких экзонов; делеция промоторной области; вставка, приводящая к нарушению нормального функционирования гена и любые другие изменения, приводящие к отсутствию функционального продукта изучаемого гена или значительно снижающие его активность. Также в эту последовательность вносится положительный селективный маркер (МПС), которым является ген neo. Продукт этого гена дает несущим его клеткам устойчивость к антибиотикам неомицину и канамицину. Модифицированная последовательность должна быть фланкирована неизмененными участками, по которым будет проходить рекомбинация. Эффективность рекомбинации зависит от длины фланкирующих последовательностей [22], что в свою очередь зависит от возможностей вектора (рис. 3). При длине гомологичного плеча около 5 тыс. п.н. процент рекомбинации составляет 0,001.

Рис. 3. Зависимость частоты интеграции вектора от длины гомологичных плеч [22].

В качестве вектора можно использовать бактериальные искусственные хромосомы (BAC), со вставками фрагментов генома мыши. В этом случае размер одного плеча может составлять до 150 тыс. п.н., а размер делеции до 25 тыс. п.н. Наилучший процент рекомбинации (8,3%) получен авторами с использованием длины плеча 110 тыс. п.н. [26].

Существует вероятность, что рекомбинация пройдет не по исследуемым нами участкам генома, а в любой другой сходной области. При этом ген neo (МПС) сохранится, и в отобранном пуле ЭСК будут присутствовать рекомбинантные клетки, не несущие необходимых изменений. Эта проблема решается внесением в векторную конструкцию маркера отрицательной селекции (МОС). Им может служить ген тимидин-киназы простого вируса герпеса (HSV-tk) или ген дифтерийного токсина А (DT-A), продукты которых убивают эукариотические клетки. Положение МОС с наружной стороны гомологичного плеча вектора позволяет элиминировать его после прохождения гомологичной рекомбинации (рис. 4). В случае же негомологичной рекомбинации, МОС оказывается интегрированным в геном трансформированной клетки, что приводит к ее элиминации. Наличие двух маркеров селекции (положительного и отрицательного) позволяет быстро и эффективно проводить отбор нужных трансформантов [23,19].

Рис. 4. Действие системы позитивной – негативной селекции: А) интеграция вектора в нужный участок генома, приводящая к нокауту гена, Б) случайная интеграция (синтез тимидин-киназы и гибель клеток) [19].

1.2 Внесение вектора в эмбриональные стволовые клетки

Для трансформации используют эмбриональные стволовые клетки мышей. Помимо того, что культура ЭС клеток способна расти in vitro, при пересадке во взрослую мышь или эмбрион клетки имеют свойство приживаться. ЭС клетки, в отличие от специализированных соматических клеток, сохраняют генетические потенции без тканевой специализации. Эти клетки имеют "минимальный" фенотип: минимум рецепторов и программ для взаимодействия с микроокружением, поскольку лишь 5% из 500 генов транссигнализации экспрессировано в пролиферирующих ЭСК. Второй важнейшей характеристикой ЭСК в культуре является практически неограниченный потенциал пролиферации, обусловленный особенностями фенотипа незрелых клеток. Третьей особенностью ЭСК является рост суспензионными клонами без какой-либо примеси продвинутых клеток, прикрепленных к подложке. Каждый клон в такой культуре является производным одной прародительской ЭСК [1].

Эмбриональные стволовые клетки мыши впервые получены в 1981 году [8], что дало возможность для развития работ по инактивации генов. Внесение линеализированного вектора в ЭС клетки возможно несколькими методами: микроинъекция, трансфекция (электропорация), трансдукция (вирусная инфекция). Перечисленные методы имеют свои преимущества и недостатки.